El departamento de Historia, Teoría y Composición Arquitectónicas acoge la asignatura del MCAS «M6. La arquitectura en la relación de lo vivo con lo no vivo». Dentro de las ayudas de acción tutorial para el año 2025, ha aportado 1533 euros para el siguiente proyecto experimental en el jardín vertical de la ETSAS:
Proyecto BIO-8 ETSAS: Ocho Sistemas Simbióticos para Optimizar Infraestructuras Verdes Urbanas
Esquema general de zonas (vista frontal, de izquierda a derecha)
- Zona 1 – Fijación biológica de N₂
- Zona 2 – Solubilización de P/K
- Zona 3 – PGPR (crecimiento radicular / menos riego)
- Zona 4 – Antifúngicas / biorremediación
- Zona 5 – Endófitos (estrés térmico y salino)
- Zona 6 – Secuestro de carbono en sustrato
- Zona 7 – Desnitrificantes (filtrado de drenajes)
- Zona 8 – Biofilm positivo (retención de agua)
En todas las zonas uso una densidad moderada de 20 plantas por zona (8 zonas → 160 plantas), que para maceta de 13 cm es realista en 2,5 m². Precio medio aprox. 4 €/planta con suministro desde vivero (3,90 €/unidad para lavanda M13 como referencia).
ZONA 1 – Fijación de nitrógeno (Rhizobium / Azotobacter)
En esta primera franja se ensaya un sistema de inoculación simbiótica fijadora de nitrógeno, orientado a reducir la dependencia de fertilizantes convencionales y mejorar la resiliencia del jardín. Se introducen especies leguminosas adaptadas al clima mediterráneo —Lathyrus latifolius y Coronilla valentina— cuyos sistemas radiculares se colonizan con Rhizobium y Azotobacter chroococcum. La intervención convierte este sector en un micro-laboratorio de fertilidad natural, monitorizando el vigor de la planta, el color foliar y el crecimiento como indicadores indirectos de la fijación de nitrógeno atmosférico. Esta zona actúa como base para evaluar el potencial de biofertilización autónoma en fachadas verdes urbanas.
- Objetivo: reducir fertilizante nitrogenado y mejorar vigor general.
- Plantas (leguminosas ornamentales tolerantes a sol andaluz):
- Lathyrus latifolius (guisante de olor perenne, trepador)
- Coronilla valentina subsp. glauca (arbusto colgante)
- Cantidad: 20 plantas (10 de cada especie).
Bacterias e inoculación
- Cepas: Rhizobium sp. (para Lathyrus), Azotobacter chroococcum (libre en sustrato).
- Preparar en laboratorio un inoculo líquido de 10⁸ UFC/mL.
- Por zona:
- 10 L de suspensión inicial para empapar sustrato y raíces al trasplante.
- Refuerzo: 5 L/mes durante 3 meses.
- Cultivo en laboratorio: lotes de 20–25 L para servir a 2–3 zonas a la vez.
Tiempos
- Laboratorio: 2 semanas para reactivar, crecer y estandarizar inoculo.
- Jardín: 3–4 meses para notar diferencia clara de vigor y color.
Control de área
- Comparar con una sub-franja control sin inocular (5 plantas).
- Medidas:
- Altura y biomasa aérea cada mes.
- Color (escala visual o app de análisis de verde).
- Sensores: no imprescindible, pero se puede compartir 1 sensor de humedad de sustrato con la zona 2.
ZONA 2 – Solubilización de P/K (Pseudomonas / Bacillus)
La segunda zona está dedicada a mejorar la disponibilidad de nutrientes minerales mediante bacterias solubilizadoras de fósforo y potasio. Plantas aromáticas robustas como Lavandula angustifolia y Rosmarinus officinalis se combinan con Pseudomonas fluorescens y Bacillus megaterium, capaces de transformar compuestos insolubles del sustrato en formas accesibles para la planta. El objetivo de esta intervención es reducir el uso de fertilizantes fosfatados —recurso crítico y limitante a escala global— y evaluar la respuesta en floración, desarrollo estructural y eficiencia del jardín. Esta franja constituye un módulo para estudiar cómo microorganismos estratégicos pueden aumentar la autosuficiencia nutricional de sistemas verticales.
- Objetivo: aprovechar fósforo/potasio del sustrato y reducir abonado.
- Plantas (mediterráneas aromáticas muy dependientes de buen P):
- Lavandula angustifolia
- Rosmarinus officinalis (rosmarinus “prostratus” colgante).
- Cantidad: 20 plantas (mezcla libre).
Bacterias
- Cepas: Pseudomonas fluorescens, Bacillus megaterium (solubilizadoras de P).
- 10 L de suspensión inicial + 5 L/mes × 3 meses (igual que zona 1).
Tiempos
- Lab: 2–3 semanas (incluido ensayo simple de solubilización P en placa).
- Jardín: 3–6 meses para diferencia en floración y densidad.
Control
- Contar número de espigas florales por planta en primavera.
- Medir fósforo disponible en lixiviados si Biología lo permite.
Sensores
- Compartir 1 medidor de pH/EC portátil para controlar solución de riego y drenajes (≈ 30–35 €).
ZONA 3 – PGPR (crecimiento radicular / ahorro de agua)
En la tercera zona se prueba un consorcio de bacterias promotoras del crecimiento vegetal (PGPR) —principalmente Azospirillum brasilense y Bacillus subtilis— con el fin de aumentar el volumen radicular y la capacidad de la planta para retener agua. Se incorporan gramíneas ornamentales como Festuca glauca y Pennisetum setaceum que permiten observar de forma clara el engrosamiento de raíces y la mejora en tolerancia a sequía. Mediante sensores de humedad integrados se registran patrones de riego y evapotranspiración, comparando la zona inoculada con un control. Esta franja ensaya estrategias para convertir jardines verticales en infraestructuras de bajo consumo hídrico, fundamentales en el clima sevillano.
- Objetivo: mejorar raíces y tolerancia a sequía → menos riego.
- Plantas (gramíneas ornamentales y cubresuelos):
- Festuca glauca
- Pennisetum setaceum ‘rubrum’ (en formato reducido, 1–1,2 m)
- Cantidad: 20 plantas.
Bacterias
- Cepas: Azospirillum brasilense, Bacillus subtilis (PGPR clásicos).
- Inoculo: igual volumen que zonas 1–2.
Tiempos
- Lab: 3 semanas (test de producción de auxinas tipo Salkowski opcional).
- Jardín: 2–3 meses para observar diferencias en densidad de raíces (muestras) y verdor en verano.
Control / Sensores
- Instalar 2 sensores capacitivos de humedad de suelo (uno en subzona inoculada, otro control) conectados a datalogger sencillo o Arduino. Pack de 5 sensores capacitivos ≈ 9 €–12 €.
- Registrar % de tiempo que el sustrato está en rango “óptimo” frente a control.
ZONA 4 – Antifúngicas / biorremediación (Bacillus / Streptomyces)
Esta zona explora la capacidad de ciertos microorganismos benéficos —especialmente Bacillus velezensis y Streptomyces spp.— para actuar como agentes biocontroladores frente a hongos patógenos y, a la vez, como biorremediadores de contaminantes atmosféricos depositados en la fachada. Se utilizan plantas urbanas resistentes como Hedera helix y Phormium tenax, que permiten observar la incidencia de enfermedades en sus hojas y su respuesta frente a la polución. El área funciona como un ensayo piloto para medir cómo las simbiosis bacterianas pueden sustituir tratamientos químicos, desarrollando sistemas de protección fitosanitaria orgánica en fachadas vivas.
- Objetivo: reducir enfermedades fúngicas y ayudar a degradar contaminantes.
- Plantas (tolerantes a polución urbana):
- Hedera helix (hiedra)
- Phormium tenax en formato compacto.
- Cantidad: 20 plantas.
Bacterias
- Cepas: Bacillus velezensis, Streptomyces sp. (productores de antibióticos).
- Inoculo: 10 L inicial + 5 L/mes × 3 meses, aplicado por pulverización foliar y al sustrato.
Tiempos
- Lab: 3–4 semanas (incluyendo pruebas sencillas contra hongos en placa).
- Jardín: 6 meses–1 año para valorar incidencia de hongos vs resto del jardín.
Control
- Registro de aparición de oídio, botritis, etc.
- En colaboración con Biología, se pueden hacer aislamientos desde hojas enfermas/control.
ZONA 5 – Endófitos (calor y salinidad)
En esta franja se introducen bacterias endófitas no patógenas, capaces de vivir dentro de los tejidos vegetales y aumentar la tolerancia a condiciones de estrés térmico y salino. Especies mediterráneas como Teucrium fruticans y Santolina chamaecyparissus son inoculadas con Enterobacter y Pantoea, seleccionadas por su capacidad de modular respuestas fisiológicas al calor extremo. Esta zona funciona como un prototipo vivo para evaluar cómo plantas inoculadas pueden afrontar temperaturas superiores a 40 °C, algo habitual en Sevilla, posicionando el jardín como un modelo experimental de adaptación climática en arquitectura.
- Objetivo: mejorar resistencia a calor extremo y posible salinidad del agua.
- Plantas (arbustivas mediterráneas resistentes):
- Teucrium fruticans
- Santolina chamaecyparissus
- Cantidad: 20 plantas.
Bacterias
- Cepas: Enterobacter cloacae, Pantoea agglomerans u otro endófito no patógeno aislado de plantas locales (aquí es clave el criterio de Biología).
- Inoculo: se realiza mediante inmersión de raíces 30–60 min antes de plantar y pulverización foliar puntual.
Tiempos
- Lab: 4 semanas (aislamiento, selección y re-inoculación en modelo).
- Jardín: 1 verano completo para ver diferencias de supervivencia y estrés hídrico.
Control / Sensores
- Se puede compartir los sensores de humedad de Z3.
- Medir % de plantas que sobreviven y escaneo visual de estrés (hojas secas, clorosis).
ZONA 6 – Secuestro de carbono en sustrato (cianobacterias / microbiota copiotrófica)
La sexta zona del jardín se diseña como una bioestación de captura de carbono a pequeña escala. Mediante un consorcio de cianobacterias y bacterias heterótrofas, el sustrato aumenta su contenido en biomasa microbiana, incrementando la cantidad de carbono fijado en forma estable. Se introducen plantas de crecimiento rápido y superficie foliar amplia —Ficus pumila y Tradescantia fluminensis— que alimentan con exudados radiculares el metabolismo microbiano. Sensores de temperatura permiten medir diferencias entre esta franja y zonas no inoculadas, aportando datos relevantes sobre el papel de las cubiertas vegetales en mitigación microclimática y secuestro de carbono urbano.
- Objetivo: aumentar biomasa microbiana en el sustrato → más carbono retenido.
- Plantas: especies de hoja grande y rápido crecimiento:
- Ficus pumila
- Tradescantia fluminensis (cuelgue denso).
- Cantidad: 20 plantas.
Bacterias
- Consorcio con cianobacterias no tóxicas + bacterias heterótrofas del sustrato.
- Inoculo líquido: 15 L inicial + recirculación en circuito tipo “mini-fotobiorreactor” conectado a parte superior de la zona.
Tiempos
- Lab: 4 semanas para estabilizar comunidad.
- Jardín: 1 año para poder hacer balances de carbono en sustrato (carbono total, pérdida de peso por ignición, etc).
Control / Sensores
- Mediciones periódicas de temperatura de superficie frente al muro desnudo y otra zona del jardín.
- Se puede usar 1 datalogger de temperatura/humedad del aire (~20 €).
ZONA 7 – Desnitrificantes (filtrado del drenaje)
En esta zona se implementa un biofiltro vertical cuya finalidad es reducir la carga de nitratos en los drenajes generados por el jardín. Mediante plantas higrófilas como Carex oshimensis y Juncus effusus, se crea un microhábitat húmedo en la parte inferior de la franja. Allí se inocula un consorcio desnitrificante —Paracoccus denitrificans y Pseudomonas stutzeri— responsable de transformar nitratos en nitrógeno gaseoso (N₂) de forma natural. El seguimiento periódico de lixiviados permite evaluar la eficiencia depuradora. Esta zona se concibe como un módulo demostrador de fitodepuración integrada en fachada, propio de una arquitectura regenerativa.
- Objetivo: reducir nitratos en el agua de drenaje antes de enviarla al colector.
- Plantas (más higrófilas, tipo “mini-wetland” vertical):
- Carex oshimensis
- Juncus effusus (formato compacto).
- Cantidad: 20 plantas.
Bacterias
- Consorcio desnitrificante: Paracoccus denitrificans, Pseudomonas stutzeri.
- Se concentra en la parte inferior de la zona, donde confluyen drenajes.
- Inoculo inicial de 15 L distribuidos en bolsillos de sustrato muy húmedo.
Tiempos
- Lab: 3 semanas para activar cepas en condiciones anóxicas suaves.
- Jardín: 6–12 meses para tener datos comparables de nitratos en drenajes.
Control / Sensores
- Muestreos mensuales de agua de drenaje de esta zona y de otra zona control (p. ej. zona 2), analizando nitratos (kits de acuicultura baratos).
- Se puede usar el medidor de EC/pH de la zona 2 para complementar.
ZONA 8 – Biofilm positivo (retención de agua)
La última franja está dedicada a la creación de biofilms positivos capaces de mejorar la retención hídrica del sustrato y reducir la frecuencia de riego. Plantas como Heuchera sanguinea y Vinca minor se benefician de matrices poliméricas secretadas por bacterias como Bacillus subtilis y Pseudomonas putida, que funcionan como esponjas naturales. La intervención permite ensayar cómo microcomunidades cohesionadas pueden aumentar la hidratación del sustrato y estabilizar nutrientes. Esta zona será especialmente útil para testar modelos de jardín vertical resiliente frente a periodos prolongados de sequía.
- Objetivo: maximizar retención de humedad en el sustrato usando biofilms.
- Plantas (que soportan bien sustratos más húmedos y densos):
- Heuchera sanguinea
- Vinca minor colgante.
- Cantidad: 20 plantas.
Bacterias
- Bacillus subtilis, Pseudomonas putida formando biofilm sobre partículas de sustrato.
- Inoculo: 10 L inicial + 5 L/mes × 3 meses.
Tiempos
- Lab: 2–3 semanas.
- Jardín: 2–4 meses para notar menor frecuencia de riego necesaria.
Control / Sensores
- Compartir sensores de humedad con Z3/Z5.
- Llevar registro de días entre riegos necesarios comparando con otra zona similar sin inocular.
SENSORES Y CONTROL (COMPARTIDOS)
- Sensores de humedad de suelo capacitivos (pack 5 uds): ~9 €–12 €.
- Data logger temperatura/humedad aire USB (1 unidad): ~20 €.
- Medidor pH/EC portátil (1 unidad): ~30–35 €.
Total sensores ≈ 65–70 € (redondeo a 80 € incluyendo cables, cajas estancas y transporte).
master universitario en ciudad y arquitectura sostenibles (mcas) 